РАЗДЕЛ 2 РЕЗУЛЬТАТЫ СОБСТВЕННЫХ ИССЛЕДОВАНИЙ

Материалы и методы исследований.

2.1.1.Общая методика. Экспериментальная часть работы выполнялась на ферме крупного рогатого скота учебно-опытного хозяйства «Кетросу», района Анений Ной, ОПХ «Колоница» района Криулень и в лаборатории микробиологии кафедры эпизоотологии Государственного aграрного университета Молдовы с 1973 по 1998 год.

Опыты проводились на коровах черно-пестрой породы 5-8 лактации и на родившихся от них телят, с целью изучения состояния неспецифической и специфической иммунологической реактивности новорожденных телят при колибактериозе, а также выявления роли кислотно-основного баланса в течение инфекционного процесса, коррекции иммунодефицитного состояния новорожденных телят. Для лечения применяли антисекреторные препараты, ингибирующие циклический аденозинмонофосфат.

Пробы молозива отбирались в первый день (из первого, второго и третьего доения), на второй, пятый день после отела, а на десятый, двадцатый день и через месяц исследовалось молоко.

В сыворотке крови, молозиве и молоке изучались: динамика накопления агглютининов, иммуноглобулиновый уровень, в т. ч. в динамике.

Сыворотку крови получали путем отстаивания, а из молозива — методом пепсинизации. Из сывороток молозива первого и второго дня после отела выделяли колостральную сыворотку и лактоглобулин. У родившихся телят от опытных и контрольных групп коров в сыворотке крови изучали: динамику накопления О- и К- антител-агглютининов, уровень иммуноглобулинов в зависимости от клинического статуса, показатели фагоцитоза, пропердина, комплиментарной и бактерицидной активности (до поения молозивом, на 2, 5, 10, 20 и 30 день жизни).

Бактерицидные свойства колостральной сыворотки и сыворотки крови новорожденных телят изучали нефелометрическим методом. Профилактические и лечебные свойства молозивных сывороток и лактоглобулина изучались на лабораторных животных и телятах.

Коррекцию иммунодефицита неонатальных телят, проводили с применением лактоглобулина и витамина А.

В качестве анти-секреторных факторов, ингибирующих циклический аденозинмонофосфат (сАМР) применяли хлорпромазин и Т-активин.

Опыты проводились на 562 телятах, 468 коровах, 247 белых мышах и 30 кроликах.

Полученный цифровой материал подвергался биометрической обработке по различным биометрическим методикам: [Дж. У. Снедекор, 1961; И. П. Ашмарин, А. А. Воробьев, 1962; В. Ю. Урбах, 1964; Е. В. Гублер, А. А. Генкин А. А., 1969].

2.1.2. Приготовление колибактериозного антигена. Для приготовления антигена использовали три серотипа колибактерий: О78:К80, О119:К69 и О137:К79.

Использованные серотипы Е. coli по морфологическим и биохимическим свойствам были типичными, отвечающими требуемым иммуногенным, антигенным н вирулентным свойствам.

Е. coli О78:К80, О119:К69 и О137:К79 раздельно высевали в пробирки с мясопептонным бульоном на 12 ч и проверяли на чистоту (микроскопия мазков, окрашенных по Граму). В последующем бульонную культуру высевали на стерильный мясопептонный агар в матрацах. Посевы выращивали в термостате в течение 18 ч при температуре 37° С, проверяли на чистоту и смывали стерильным изотоническим раствором хлорида натрия. Для выделения О-антигена бактериальную суспензию автоклавировали при 120°С в течение 2 ч дня разрушения К-антигена. Густую отмытую суспензию Е. coli содержащую 10 млрд. микробных тел в 1 мл по оптическому стандарту, смешивали с ацетоном в отношении 1:5 до появления коагуляции (свертывания). Плотную часть материала отбирали на воронке Бюхнера, промытой один раз ацетоном и затем высушенной эфиром. Препарат высушивали на воздухе и хранили при 4°С.

Сухой порошок применяли для приготовления суспензии антигена, добавляя 1 мг высушенных ацетоном бактерий на 1 мл барбиталового буфера.

Для выделения К-антигена бактериальную суспензию получали путем смыва из агаровых культур изотоническим раствором хлорида натрия, содержащего 0,5 % формальдегида. Бактерии были экстрагированы при добавлении ацетона непосредственно после их смыва с агаровой культуры и промыты. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].

Полученные О- и К-антигены проверяли на стерильность и на безвредность. Стерильность устанавливали путем высева на МПБ, МППБ и МПА. Посевы выдерживали 10 дней в термостате (+37°С). Безвредность антигенов была проверена на лабораторных животных. Для этого каждый из антигенов вводили 10 белым мышам под кожу в области спины по 0,5 мл и 5 морским свинкам в области внутренней поверхности задней конечности по 1,0 мл. Клинические наблюдения за опытными животными вели в течение 15 дней.

Отсутствие роста в посевах на МПБ, МППБ и МПА и гибели привитых животных позвонило считать антигены стерильными и безвредными. Хранились антигены при температуре +4 +5°С в холодильнике.

2.1.3. Изучение агглютиногенных свойств серотипов О78:К80, О119:К69 и О137:К79 Е. coli. Для определения агглютиногенности изучаемых серотипов использовали 30 кроликов, по 5 на каждый серотип (определение О- и К-антигенов). Антигены вводили кроликам в краевую вену уха в нарастающих дозах (от 0,5 до 2,0 мл) с интервалом в три дня, четырехкратно.

Для определения О-антигена смешивали одну каплю антигена с одной каплей соответствующей О-сыворотки на зеркальном стекле, размещали над водяной баней при 60°С. Результаты учитывали через 10 мин после смешивания.

Позитивную реакцию подтверждали пробирочной агглютинацией, применяя формалинизировавную шестичасовую культуру в МПБ. Основное разведение сыворотки 1:10.

Для определения К-антигена культуру вначале тестировали пластинчатой реакцией агглютинации на предметном стекле. Одну каплю живой суспензии культуры смешивали с одной каплей различных антисывороток. Результаты учитывали в течение 30с после смешивания. Позитивную реакцию подтверждали пробирочной агглютинацией до титра тест сыворотки, применяя как антиген живую пятичасовую культуру в МПБ. Пробирки инкубировали при 37°С два часа, в последующем агглютинационные пробирки центрифугировали при 2000 об/мин в течение трех минут. Одинаковый писк агглютинации учитывали как позитивную реакцию. [E. Neter, E. A. Gorzynski, R. M. Gino, O. Westphal and O. Luderwitz. 1956; E. Neter, 1957].

2.1.4. Получение сыворотки крови, молозива и молока. Кровь от животных (коров, телят) брали из яремной вены в стерильные пробирки и помещали в термостат (+37°С) на 3 ч, после чего выдерживали 12-16 ч при комнатной температуре до полного отделения сыворотки. Затем сыворотку отсасывали в стерильные пробирки и помещали в холодильник (+4 +5°С).

Молозиво от коров брали при первом, втором и третьем доении после отела, а затем на второй, пятый, десятый, двадцатый дни и через месяц.

Сыворотку из молозива и молока получали путем добавления пепсина. На каждые 1000 мл молозива или молока добавляли 100 мл 0,5% раствора пепсина и после тщательного перемешивания смесь помещали в водяную баню при температуре 38° С на четыре часа. Образовавшийся сгусток, отделяли от сыворотки фильтрацией через три слоя марли. Полученную сыворотку пропускам через воронку Бюхнера с двойным слоем бедой фильтровальной бумаги, а затем через бактериальный фильтр Зейтца.

2.1.5. Реакция атглютинации с молозивной и молочной сыворотками. В центрифужные пробирки наливали 5-6 капель 5 % раствора пепсина, приготовленного на изотоническом растворе хлорида натрия и 10 мл исследуемого молозива или молока, тщательно перемешивали и для свертывания ставили в термостат при температуре 38°С на 30 мин. Свернувшееся молозиво отделяли от стенок пробирки стеклянной палочкой и центрифугировали при 3000 об/мин в течение 30 мин.

С полученной сывороткой ставили реакцию агглютинации в объеме 1 мл в разведениях с физиологическим раствором от 1:10 до предельного титра сыворотки. Контроли обычные.

Антиген добавляли по 0,05 мл в каждую пробирку, пробы встряхивали и помешали в термостат при температуре 37°С на 4 ч, после чего производили предварительный учет реакции, а окончательный учет реакции определяли через 24 ч. Молозиво исследовали в день его получения.

2.1.6. Определение титра агглютининов. Для изучения динамики накопления агглютининов в сыворотках крови и молозива использовали реакцию агглютинации, которую ставили в объеме 1 мл (классическим методом) в пробирках с ровным округлым дном с убитыми и живыми О- и К-антигенами (серотипы О78:К80; О119:К69; О137:К79 Е. coli ).

Для определения агглютинационных титров, в наших исследованиях применяли двукратное разведение сывороток. Разведение сывороток крови и молозива производили в агглютинационных пробирках начиная с разведения 1:10.

После добавления антигена (по 0,05 мл) содержимое пробирок встряхивали, затем помещали в термостат на 4 ч при температуре 37°С. После этого производили предварительный учет результатов реакции. В дальнейшем пробирки выдерживали 24 ч при комнатной температуре и определяли окончательный результат.

Для учета результатов реакции агглютинации пользовались четырех крестовой системой обозначения. За агглютинационный титр принимали то наибольшее разведение сывороток, при котором еще наблюдалась видимая агглютинация, оцениваемая в четыре креста.

2.1.7. Определение активности лизоцима в сыворотке крови. Сыворотку крови, отделяли общепринятым методом. Предварительно готовили 1/15М фосфатный буфер (рН 6,2), для чего использовали два исходных раствора: 4,539 г х. ч. КН₂РО₄ растворенный в 500 мл дистиллированной воды и 2,375 г х. ч. Nа₂НРО₄×12Н₂O, растворенный в 200 мл дистиллированной воды. При смешивании этих растворов в определенном соотношении, получали рН буфера 6,2.

Для приготовления 1 % агара «Дифко» на 1/15М фосфатном буфере брали 1 г сухого агара, помещали в колбу на 200 мл и заливали 99 мл 1/15М фосфатного буфера. Колбу закрывали ватно-марлевой пробкой, помещали в кипящую баню и выдерживали 25-30 мин.

Расплавленный агар охлаждали до 60-70°С и вносили в него ацетоновый порошок Micrococcus lysodeikticus из расчета 10-20 мг на 100 мл объема. Необходимое количество порошка перед внесением в агар суспендировали в 3-5 мл 1/15М фосфатного буфера. Полученную смесь перемешивали до получения однородной взвеси.

Полученную смесь разливали в чашки Петри с таким расчетом, чтобы подучить толщину слоя 4 мм.

После застывания агара в нем при помощи тонкостенной трубочки вырезали лунки диаметром 5 мм на расстоянии 2-3 см от краев чашки и друг от друга. Для подсыхания лунок чашки помещали в термостат приоткрытыми на 60 мин. Исследуемые пробы сыворотки крови разводили соответственно 1/15М фосфатным буфером 1:10, 1:2 и 1:5. Каждую пробу после разведения заливали в отдельную лунку в объеме 0,05 мл.

Параллельно с исследуемым материалом 1/15М фосфатным буфером разводили стандартный кристаллический лизоцим так, чтобы получить его растворы с концентрацией 0,5 мкг/мл, 1; 3; 5; 10; 20; 40; 60; 80 и 100 мкг/мл. По 0,05 каждого разведения стандартного лизоцима разливали по отдельным лункам.

Чашки Петри с исследуемым материалом и стандартным лизоцимом выдерживали 48 ч во влажной камере при комнатной температуре (22-24°С).

После экспозиции при помощи линейки измеряли диаметр зон лизиса Micrococcus lysodeikticus вокруг лунок с исследуемым материалом и стандартным лизоцимом.

Первоначально на полулогарифмической бумаге строили калибровочную кривую, используя результаты, полученные при измерении зон лизиса вокруг лунок с раствором стандартного лизоцима в различных концентрациях. Для этого значения, отражающих диаметры зон лизиса субстрата в миллиметрах, откладывали по оси абсцисс, а показатели концентрации стандартного лизоцима в мкг/мл, вызывающих лизис по оси ординат. Точки пересечения первых и вторых значений соединяли между собой, при этом получалась прямая линия.

Расчет результатов проводили следующим образом. Диаметр зоны лизиса Micrococcus lysodeikticus вокруг лунки с сывороткой крови составил 9,5 мм. На калибровочном графике этому значению соответствовала концентрация 2,5 мкг/мл стандартного лизоцима. Сыворотку крови перед исследованием разводили 1:10 1/15М фосфатным буфером. Следовательно, концентрация лизоцима в исследуемой пробе сыворотки крови равнялась 2,5×10=25 мкг/мл. Так как, литическая активность стандартного лизоцима изменяется в результате изготовления и хранения, полученное абсолютное значение выражали в единицах относительной активности. Активность стандартного лизоцима составляла 20600 ед/мг или 20,6 ед/мк, активность лизоцима исследуемой пробы сыворотки молозива равнялась 20,6×25 =515,0 ед/мл.

2.1.8. Определение содержания комплемента в сыворотке крови.

Исследовали сыворотку крови, полученную из яремной вены животных. Предварительно готовили веронал-мединаловый буфер: 0,575 г веронала растворяли в 50 мл дистиллированной воды, подогретой до 60° С, охлаждали и добавляли 8,5 г хлорида натрия, 0,375 г мединала, 0,5 мл раствора содержащего 1 М MgCl₂ и 0,3 М CaCl₂ (100 мл Н₂О + 19 г MgCl₂×6Н₂О г + 6 г CaCl₂). Объем доводили до 200 мл дистиллированной водой. Буфер хранили в холодильнике. Перед употреблением буфер разводили дистиллированной водой (1:4). Физиологический раствор: 8,5 г хлорида натрия растворяли в 1 л дистиллированной воды и фильтровали.

Эритроциты барана. Кровь у барана брали из яремной вены в колбу с бусами и встряхивали в течение 10-15 мин для предотвращения свертывания. Дефибринированную кровь фильтровали через двойной слой марли. Эритроциты барана отмывали 3 раза центрифугированием по 10 мин при 3000 об/мин. Из отмытых эритроцитов готовили 5 % взвесь на физиологическом растворе и стандартизовали на ФЭК. С этой целью эритроциты лизировали: к 1 мл отмытых эритроцитов добавляли 9 мл дистиллированной воды. Лизированные эритроциты фотоколориметрировали при зеленом светофильтре против воды. Оптическая плотность лизата — 1,08 при длине 541 мкм в кювете 10 мм.

Для определения титра гемолизина, готовили вначале основное разведение гемолитической сыворотки 1:100 (0,1 мл сыворотки + 9,9 мл буфера), затем из этого разведения поучали разведения от 1:1000 до 1:4000.

	1:1000	1:1200	1:1500	1:2000	1:2500	1:3000	1:3500	1:4000
Буфер, мл	0,9	1,1	1. 4	1,9	2,4	2,9	3,4	3,9
Гемолизин	0,1	0,1	0,1	0,1	0,1	0,1	0,1	0,1

Гемолитическую систему готовили следующим образом. К стандартизованной 5 % взвеси эритроцитов барана медленно, при постоянном помешивании, добавляли равный объем гемолизина в тройном титре. Так, если полный гемолиз наблюдался в пробирке с разведением гемолитической сыворотки 1:1200, то для приготовления гемолитической системы брали разведение 1:400 (0,1 мл цельной гемолитической сыворотки и 39,9 мл буфера). Пробирки с гемолитической системой встряхивали и инкубировали при 37° С в течение 1ч для сенсибилизации эритроцитов барана.

Исследуемую сыворотку, разводили 1:10, разливали в 10 пробирок и доводили буферным раствором (физиологическим) до 1,0 мл. После этого в каждую пробирку добавляли 1 мл гемолитической системы, то есть сенсибилизированных эритроцитов барана, 2-я пробирка — контрольная.

Исследуемая сыворотка (1:10), мл	0,05	0,1	0,15	0,2	0,25	0,3	0,35	0,4	0,45	0,5
Буферный раствор	0,95	0,9	0,85	0,8	0,75	0,7	0,65	0,6	0,55	0,5
Сенсибилизированные эритроциты барана	1,0	1,0	1,0	1,0	1,0	1,0	1,0	1,0	1,0	1,0

Пробирки инкубировали при 37° С в течение 45 мин, охлаждали в холодильнике 10 мин, центрифугировали при 1500 об/мин и колориметрировали на ФЭК в кюветах (10мм) с зеленым светофильтром против воды и определяли процент гемолиза.

Для определения активности комплимента в гемолитических единицах готовили шкалу и кривую гемолиза. Для приготовления шкалы гемолиза к 1 мл стандартной 5 % взвеси эритроцитов барана прибавляли 3 мл дистиллированной воды в результате чего происходил гипотонический лизис эритроцитов (100 % гемолиз). Пробирку центрифугировали (при 1500 об/мин 10 мин) и готовили шкалу гемолиза:

100 % гемолиз эритроцитов на дистиллированной воде	0,1	0,2	0,3	0,4	0,5	0,6	0,7	0,8	0,9	1,0
Буферный раствор, мл	0,9	0,8	0,7	0,6	0,5	0,4	0,3	0,2	0,1	0
Гемолиз, %	10	20	30	40	50	60	70	80	90	100

Полученные разведения и исходный раствор колориметрировали на ФЭК в кюветах (1 мм) и строили график зависимости коэффициентов экстинции от процента гемолиза. На оси абсцисс откладывали процент гемолиза, на оси ординат — показатели экстинции, соответствующие данному проценту гемолиза.

Расчет 50 % гемолитических единиц комплемента в 1 мл проводили следующим образом. После титрования исследуемой сыворотки, инкубации ее при 37° С в течение 45 мин, выдержки в течение 10 мин в холодильнике при 4° С и центрифугирования пробирку из шкалы гемолиза с одной 50 % единицей комплемента (№5) сравнивали с пробирками из ряда титрования сыворотки. Если содержимое пробирки №5 соответствовало по цвету пробирке №6, из ряда титрования комплемента исследуемой сывороткой, то есть дозе комплемента 0,3 мл, то расчет вели следующим образом.

0,3 мл сыворотки (разведение 1:10) соответствует одной 50 % гемолитической единице комплемента, а в 1 мл исследуемой сыворотки содержится:

0,3 мл (1:10) — 1

1,0 мл — Х

Х = = 3,33 ел/мл.

2.1.9. Определение содержания пропердина в сыворотке крови. Для определения титра пропердина исследуемую сыворотку разводили мединал-вероналовым буфером (рН 7,2-7,4), начиная с 1:10 до 1:320. В центрифужные пробирки вносили по 0,2 мл каждого разведения сыворотки, до 0,2 мл суспензии инулина (соответствует 3 мг сухого вещества) и по 0,2 мл комплемента в рабочем титре. В контрольный ряд пробирок вместо инулина добавляли по 0,2 мл буфера. Все пробы (опытные и контрольные) помещали на 1 ч в термостат при 37° С, после чего центрифугировали, переносили супернатант в отдельные пробирки по 0,3 мл и добавляли по 0,2 мл стандартной гемолитической системы. Реакцию учитывали после 20-минутной экспозиции при 37° С. За титр пропердина принимали то наибольшее разведение сыворотки, в котором наблюдается полная задержка гемолиза, и в каком разведении в контрольном ряду отличается полный гемолиз. Данные рассчитывали по формуле:

Разведение, в котором отмечен полный гемолиз в контроле	—	Разведение, в котором отмечена полная задержка гемолиза в опыте	×10
Разведение, в котором отмечен полный гемолиз в контроле

Полученные результаты выражали в ед/мл. При полной задержки гемолиза в разведении 1:35 в опыте, а в контроле — полный гемолиз в разведении 1:50, содержание пропердина в 1 мл испытуемой сыворотки составляет:

×10 = 3 ед/мл.

Тестированные показатели: комплементарную, лизоцимную, пропердиновую активность, а также содержание иммуноглобулинов в сыворотке крови, молоке и молозиве крупного рогатого скота определяли по методам В. Г. Дорофейчук, 1968; X. Я. Грант, Л. И. Яворский, И. А. Блумберг, 1973; И. М. Архангельский, 1976; В. Н. Андреев, Г. И. Подопригора, 1977; Е. С. Фортинская, А. М. Наумова, Е. А. Маркова, 1977; О. Н. Грызлова, П. А. Емельяненко, В. Н. Денисенко, 1978; Э. Бем, 1979; П. А. Емельяненко, О. И. Грызлова, Г. Н. Печникова и М. Н. Тулупова, 1980; Э. С. Коган, 1981; Г. В. Павлов, Г. Н. Печникова, Смолянская- О. О. Суворова, 1988; В. В. Биктимиров, 1993.

При определении лизоцима, учитывая замедленную активность фермента крупного рогатого скота, приводили тщательную подготовку материалов к исследованию, чтобы избежать ошибок, связанные с действием на тест-микробы других литических факторов исследуемой пробы.

При тестировании комплементарной активности сыворотки крови тщательно осуществляли подбор индикаторной системы чувствительной к комплементу крупного рогатого скота.

Для определения пропердина использовали модифицированный метод предложенный П. А. Емельяненко и др., 1980.

2.1.10. Изучение бактерицидной активности сывороток крови. Для определения бактериостатической и бактерицидной активности сывороток крови О. В. Смирнова, Т. А. Кузьмина (1966) предложили фотонефелометрический метод.

В нашей работе мы учитывали изменения оптической плотности питательной среды с микробами и питательной среды с испытуемой сывороткой крови и микробами сразу после соединения и через 3-, 5-, 7-, 9-, 12- и 24-часовой инкубации.

Для нефелометрического метода чистую культуру Е. coli высевали на МПА и выращивали в термостате при температуре 37° С в течение 24 ч. Затем смывали стерильным изотоническим раствором хлористого натрия и стандартизовали до содержания в 1 мл 2 млрд. микробных тел. Из этой взвеси производили посев на МПБ в пробирки и сутки выращивали в термостате при вышеуказанной температуре.

Для определения бактерицидной активности сывороток крови мы использовали питательную среду (обогащенный пептоном бульон Хоттингера), содержащую 200 мг% амминного азота.

В стерильные кюветы с рабочей длиной 10 мм стерильной пипеткой разливали по 4,5 мл бульона Хоттингера, затем добавляли по 0,5 мл испытуемой сыворотки крови и суточную бульонную культуру Е. coli по одной бактериологической петле (диаметр петли 4 мм).

Контрольные кюветы заполняли теми же компонентами, что и опытные с той лишь разницей, что в один кювет вместо сыворотки добавили 0,5 мл стерильного изотонического раствора хлорида натрия. Содержимое всех кювет тщательно перемешивали стерильной стеклянной палочкой, после чего все кюветы закрывали ватно-марлевыми пробками. Оптическую плотность среды определяли на фотоэлектроколориметре ФЭК-М, используя зеленый светофильтр. После этого кюветы ставили в термостат при температуре 37° С. Повторно определяли оптическую плотность содержимого кювет через 3, 5, 7, 9, 12 и 24 ч. Установку «0» на ФЭК-е производили с помощью кюветы, заполненной дистиллированной водой. Оценку бактерицидной активности сыворотки крови проводили по формуле:

А=100- ×100,

Где: А — бактерицидная активность (в %);

Д — оптическая плотность;

Т — время экспозиции кювет в термостате (в часах).

Затем вычисляли среднюю «напряженность бактерицидной активности» (НБА) по формуле:

Средняя НБА = ,

Где: НБА — средняя напряженность бактерицидной активности молозивной сыворотки;

А₁, А₂, А₃.....А_n — бактерицидная активность сыворотки молозива через 3, 5, 7, 9, 12 и 24ч (в %);

Т₁, Т₂, Т₃....... Т_n — продолжительность термостатирования (в часах).

2.1.11. Постановка опсонофагоцитарной реакции. При постановке опсонофагоцитарной реакции руководствовались методикой, описанной В. Я. Мозгис (1982). Для приготовления антигена культуру Е. coli выдерживали в термостате при температуре 37° С в течение 18-24 ч в МПБ, а затем на МПА в течение 24 ч. Проверяли на чистоту и смывали стерильным изотоническим раствором хлорида натрия. По оптическому стандарту доводили концентрацию до 2-х млрд. микробных тел в 1 мл. Приготовленную взвесь нагревали в водяной бане при 70° С в течение 30 мин.

Для опсонофагоцитарной реакции применяли только суточную агаровую культуру Е. coli.

Исследования проводили в следующей последовательности. В пронумерованные стерильные пробирки наливали до 0,5 мл 2 % прокипяченного и охлажденного раствора лимоннокислого натрия, 1 мл крови от исследуемых телят и тщательно смешивали, сюда же вносили по 0,5 мл антигена. После осторожного перемешивания пробирки помещали в термостат при 38° С на 3 мин, предварительно погрузив их на 2-3 мин в водяную баню с температурой 38° С. Затем пробирки из термостата извлекали, готовили мазки, сушили на воздухе, нумеровали, фиксировали в метиловом спирте в течение 5 мин и окрашивали по Романовскому-Гимза.

Для приготовления рабочего раствора краски, дистиллированную воду усредняли фосфатными буферами: 1. Двухосновной фосфат натрия (Na₂HPO₄×12H₂O) — 17,814 г на 1 л (рН 8,302). 2. Одноосновной фосфат калия (KH₂PO₄) — 13,638 г на 1 л (рН 4,529). Если к литру дистиллированной воды прибааляли по 5 см³ того и другого раствора, то рН такой воды был равен 6,813.

Краску готовили ex tempore из расчета 1,5 капли краски на 1 мл усредненной воды с рН 6,813. Мазки окрашивали в течение 45 мин, промывали водопроводной водой и высушивали на воздухе. Окрашенные мазки исследовали под иммерсионной системой микроскопа и окуляра 7^×.

Подсчет фагоцитированных микробов производили в 100 нейтрофилах. На основе подсчета определяли фагоцитарную интенсивность (среднее число поглощенных микробов одним нейтрофилом) и фагоцитарную активность (процент фагоцитирующих нейтрофилов). С кровью подопытных животных поставили 450 реакций.

Дата добавления: 2019-09-08; просмотров: 153; Мы поможем в написании вашей работы!

Поделиться с друзьями:

⇐ Предыдущая 1 2 3 4 567 8 9 10 Следующая ⇒

Мы поможем в написании ваших работ!